Рубрика

Что можно сделать из стерляди: Блюда из стерляди: рецепты с фото

Содержание

как можно вкусно приготовить стерлядку

Приобретайте качественные товары по доступным ценам в лучших рыболовных интернет магазинах. Делайте подарки себе и своим близким!

Мы в социальных сетях — подписывайтесь на нас в Facebook, Youtube, Вконтакте и Instagram. Будьте в курсе последних новостей сайта.

Стерлядь — это красная рыба, имеющая такое название не за цвет мяса, а за изумительный вкус. Кстати, мякоть у неё белого цвета. Принадлежит рыбка семейству осетровых, внешне напоминает осётра (блюда из осетра ищите здесь). Крупные стерлядки в длину превышают метровый размер, их вес достигает полутора десятков килограммов.

Рыба является промысловой. В продажу поступает в разном виде: свежей, замороженной, копчёной, цельными тушками, стейками, в виде консервов. Из ощутимых проблем её чистки можно отметить плотные наросты с шипами, которые не так легко удалить даже ножом.

Блюда из стерляди в кулинарии

Стерлядь широко используется в кулинарии, является украшением праздничных торжеств.

Часто называется царской рыбой. Кушанья из неё тоже называют царскими. Многие рецепты сопровождаются словами «по-царски» — этим подчёркивается их изысканность и вкусовое достоинство.

Стерляжья уха ранее была излюбленным блюдом русской знати. Для наваристости готовили крепкую тройную уху, где первый бульон был куриным, второй готовился из ершей и прочей мелочи, и лишь в третью закладку добавляли стерлядку. Рыбку жарят, запекают, фаршируют, солят, консервируют, балыкуют, готовят на пару, подают в виде заливного блюда.

Шашлыки на шпажках или стерлядь, запечённая целиком, украсят любое застолье. В праздничной рецептуре стерляжьих блюд, наряду с привычными продуктами — овощами и крупами — присутствуют редкие пряности, вино и шампанское, изысканные соусы. Рыбку добавляют в салаты, делают из неё пикантные закуски.

Чёрная стерляжья икра на протяжении многих столетий неизменно является деликатесом. Она вкусна в солёном виде, причём её совсем несложно засолить дома. Или найти ей другое применение, используя для разных блюд в жареном или запечённом виде.

Как приготовить стерлядь — список популярных рецептов

Предлагаем список рецептов приготовления блюд из стерляди, доступных всем. Каждое блюдо сопровождается небольшим описанием и фото. Нажатие на название переместит читателя на страничку с подробным описанием таинств и секретов приготовления.

Стерлядь отварная

Как необычно приготовить отварную рыбу.
1) Отваривание стерляди с овощами (луком, морковью, картофелем) и белыми кореньями.
2) Отваривание рыбы с бочковыми или маринованными огурцами в огуречном рассоле, подача со свежим укропом.
3) Стерлядь в отваре из грибов, овощей, сухого вина.

Стерлядь в духовке

Запекание стерляди в духовом шкафу.
1) Тушка, запечённая целиком, с дольками картофеля в укропно-сметанной заливке. Сметану можно заменить сливками. В надрезы тушки вставить кусочки лимона.

2) Рыба в фольге, запечённая с кольцами репчатого лука, лимоном и свежими травками (базилик, тархун).

Стерлядь жареная

Как лучше жарить стерлядь на сковороде и в духовке. Два интересных рецепта приготовления жареной рыбки.
1) Стерлядь под сырной корочкой из твёрдого сыра.
2) Обжаренные кусочки рыбы в томатном соусе с чесноком, кинзой, орехами и прочими специями. Можно добавить немного сухого белого вина.

Стерлядь по-царски

Именно так называется рыбка, запечённая целиком в особом вкусном маринаде из сока, выжатого из апельсина, вина, сухих специй и пряных травок. Особенности разделки рыбы для приготовления блюда стерляди по-царски. Подготовка рыбы, маринование, запекание. Как сделать вкусный фирменный соус.

Стерлядь в мультиварке

Приготовление вкусной солянки в режиме «Тушение» и «Подогрев». Особенности нарезки и закладки продуктов. Чистка и разделка рыбы. Ингредиенты для сборной солянки: лук репчатый, маринованные огурцы и каперсы, морковь, картофель, маслины, томатная паста, лимон, яйца, специи, свежая зелень.

Фаршированная стерлядь

Блюда из стерляди, брюшко которой начинено фаршем. Приготовление начинки, заворачивание рыбы в фольгу, запекание в духовке.
1) Стерлядь, фаршированная королевскими креветками, сыром, огурцами, болгарским перцем.
2) Рыба с фаршем из грибов, обжаренных с луком и смешанных с отварным рисом.

Шашлык из стерляди

Стадии приготовление шашлыка — разделка рыбы, маринование, нанизка кусочков рыбы на шампуры, запекание над углями. Два варианта приготовления маринада:
1) из лимона, майонеза и специй,
2) более сложный маринад из большого числа компонентов, включая йогурт, чеснок, имбирь, индийские специи.

Уха из стерляди

Как правильно подготовить рыбный бульон. Последовательность закладки продуктов в уху. Основные ингредиенты для ухи: курица, белые коренья, зелёный лучок, специи, лимон, сухое шампанское, овощи — картофель, морковь. Оттяжка из икры для осветления бульона. Шампанское брют для ухи по-царски.

Уха из головы стерляди

Уха, приготовленная из головы стерляди и речной мелочи. Для пикантности в ушицу вливается стакан белого вина. Второй рецепт — уха из стерляжьей головы и головы сёмги. В обоих рецептах в бульон кладётся лук, морковь, картофель, специи. Во втором рецепте добавляется крупа — пшено, перловка.

Котлеты из стерляди

Таинства приготовления нежного воздушного фарша. Добавление хлеба, размоченного в сливках или молоке. Рецепты котлеток.
1) С соусом из сливок и сыра с плесенью.

2) С грибным соусом, пожаренные во фритюре.
3) С манной крупой и зеленью.
4) Котлетки с начинкой из масла, укропа и варёных яиц.

Балык из стерлядки

Как приготовить стерлядь в виде янтарного балыка. Подготовка рыбы к засолке — правильная разделка тушек. Специальный посол для балыкования рыбы. Промывка и просушка рыбы до нужной кондиции. Как не пересушить балык. Как правильно его упаковать, хранить, употреблять, подавать на стол.

Хе из стерляди

Блюда из стерляди в уксусной заливке. Этапы приготовления хе: разделка и нарезка рыбы, маринование филе в уксусной эссенции до побеления и сморщивания рыбных кусочков. Смешивание ингредиентов. Заправка салата растительным маслом. Выдержка блюда, чтобы оно настоялось и хорошо пропиталось.

Заливное из стерляди

Секреты и хитрости приготовления заливных блюд. Варка легко желирующегося бульона, его основные компоненты. Использование специй для улучшения вкуса. Сборка заливных блюд, поэтапная заливка кусочков рыбы. Украшение дольками лимона, яиц, фигурно нарезанными овощами, фруктами, зеленью.

Стерлядь холодного копчения

Варианты засолки рыбы перед копчением. Время выдерживания рыбы в соли. Промывка, подвяливание до появления плотной корочки. Копчение продукта холодным дымом, оптимальное время. Важность выдерживания определённой температуры дыма. Проветривание, вызревание рыбы перед употреблением.

Стерлядь горячего копчения

Как приготовить стерлядь, обрабатывая её горячим дымом. Подготовка дров, древесных опилок, веток, коптильного оборудования. Засолка рыбы солью с перцем. Промывание, развешивание для просушки. Укладка в коптильне, режимы тепловой обработки. Время выдержки стерлядок в коптильном аппарате.

Стерлядь вяленая

Как правильно завялить стерлядь, чтобы её вкус понравился всем. Процессы разделки рыбы, засолка, промывка, подсушка до необходимой кондиции. Рецепт вкусного салатика из вяленой стерляди с ингредиентами: огурцы, свежий салат, помидоры, оливки, картошка фри, плавленый сыр, мясо криля.

Икра стерляди

Разделка рыбы с икрой, вынимание икорных ястыков из брюшек, высвобождение икринок из мешочков. Получение вкусной малосольной зернистой и рассыпчатой стерляжьей икорки за 10 минут. Основные ингредиенты — икра и крупная соль, соотношение икры/соли. Как приготовить вкусную паюсную икру.

Засолка икры стерляди

Как подготовить стерляжью икру к посолу — высвобождение икринок из ястыков. Засолка икорки разнообразными способами.
1) Пятиминутное приготовление икры — засыпка сухой мелкой солью и кратковременное настаивание.


2) Длительная засолка икры в кристаллизующемся горячем рассоле.

На этой страничке представлена поистине царская рыбка стерлядь. Рецепты приготовления блюд из стерляди и многие другие рецепты из разных видов рыб легко отыскать в разделе «Кухня рыбака».

Хорошие рыболовные интернет магазины позволят вам приобрести любые товары для рыбалки по выгодным ценам!

Подписывайтесь на нас в социальных сетях — через них мы публикуем много интересной информации, фото и видео.

Популярные разделы сайта:

Календарь рыбака позволит вам понять, как клюют все рыбы в зависимости от времени года и месяца.

Страница рыболовные снасти расскажет о многих популярных снастях и приспособлениях для ужения рыбы.

Насадки для рыбалки — подробно описываем живые, растительные, искусственные и необычные.

В статье прикормки вы познакомитесь с основными видами, а также с тактиками их использования.

Изучите все приманки для рыбалки, что бы стать настоящим рыболовом и научиться правильному выбору.


Рецепты приготовления стерляди с фото

4-6 порций

1 час 20 минут

142-184 ккал

3.67/5 (3)

Стерлядь – промысловая рыба, которая относится к семейству осетровых и ценится своим вкусом, высоким содержанием белка и отсутствием в составе углеводов. Мясо этой рыбы легко усваивается, к тому же, оно содержит много Омега-3 и Омега-6 жирных кислот, способствующих выведению холестерина из организма. Если вы думаете, какую рыбу выбрать для праздничного стола, конечно же, выбирайте стерлядь! Блюда из нее порадуют не только вкусовые рецепторы, но и глаза, особенно, если вы запечете эту рыбку целиком по моему рецепту.

Рецепт стерляди, запеченной в духовке целиком

По этому рецепту с фото вы сможете приготовить стерлядь, фаршированную рисом и запеченную в духовке с картофелем, для большой компании или для праздничного стола. Это очень вкусно, попробуйте!

Кухонная техника и инвентарь: 2 миски, противень, прихватки, доска кухонная, бумажные полотенца, кастрюля, нож.

Ингредиенты

Стерлядь1 шт.
Картофель7-8 шт.
Приправа для овощейпо вкусу
Майонез30-40 г
Растительное масло60-70 мл
Сольпо вкусу
Перец (приправы)по вкусу
Рис½ стак.

Как правильно чистить стерлядь

  • Тушка рыбы имеет жесткую кожу с наростами на спине и по бокам. Эти наросты – «жучки» – необходимо срезать острым ножом. Для того чтобы легче было удалить наросты, рыбу можно в течение нескольких минут ошпарить кипятком.
  • После этого необходимо выпотрошить рыбу, разрезав брюшко и удалив все внутренности. Тщательно промойте рыбу под проточной водой.
  • Стерлядь, как и другие осетровые, имеет визигу – тонкий шнурок, располагающийся вдоль ее позвоночника. Визигу обязательно нужно удалить. Для этого делаются надрезы около головы и хвоста, с помощью спицы или иглы «шнурок» подцепляется и вынимается.

  • Если по рецепту вам необходимо снять кожу со стерляди, то это будет легче сделать после ошпаривания рыбы. После этого необходимо аккуратно снять кожу с рыбы, начиная с хвоста, подрезая ее ножом.
  • Для запекания рыбы целиком обязательно удалите из головы глаза и жабры.

Пошаговое приготовление

  1. Картофель (7-8 штук) очищаем и промываем.
  2. Нарезаем его достаточно крупными кусочками (кубиками или половинками кружочков).
  3. Поливаем картошку растительным маслом (50 мл), майонезом (30-40 г) и посыпаем специями для овощей (по вкусу).
  4. Тщательно все перемешиваем.
  5. Высыпаем картофель на противень, слегка смазанный маслом.
  6. Разравниваем его по всей поверхности.
  7. Полстакана риса заранее отвариваем в подсоленной воде до готовности. Воды для варки берем 1 стакан. Готовый остывший рис приправляем любимыми специями (по вкусу).
  8. Перемешиваем.
  9. Очищенную и промытую стерлядь внутри смазываем соусом, оставшимся от картофеля (смесью майонеза, растительного масла и приправ).
  10. Фаршируем ее рисом.
  11. Обмазываем рыбу соусом со всех сторон.
  12. Кладем ее на картофель, спинкой кверху.
  13. Запекаем блюдо при 180-200 градусах около часа.

Подача рыбы

Готовую стерлядь подаем целиком вместе с картофелем, с которым она запекалась. Это отличный вариант блюда для праздничного стола, причем рыбу нужно нарезать уже после подачи, не горячей, а слегка остывшей, чтобы она не разваливалась на части. Отдельно подайте соус – майонез или его производные – с чесноком, солеными огурцами или мелко нарезанными оливками.

Видео рецепта

Рецепт приготовления стерляди в духовке достаточно прост, однако просмотр данного видео еще больше облегчит вам этот процесс. Обратите внимание, как аппетитно выглядит готовое блюдо!

Советы по приготовлению

  • Чтобы рыба в процессе приготовления не разваливалась и рис из нее не выпирал, можно ее обмотать перед запеканием кулинарной нитью, а после приготовления нить снять.
  • К картофелю можно добавить предварительно нарезанные грибы (200-300 грамм), а также другие овощи, например лук, кабачки или болгарский перец. Блюдо станет еще ярче, красивее и аппетитнее.
  • Поэкспериментируйте с рисом – можно в него добавить горошек или кукурузу (замороженные или консервированные), обжаренные с луком грибы, кусочки помидор. Также попробуйте приготовить это блюдо, используя различные приправы – душистый перец, прованский травы, молотый кориандр.

Старинный рецепт ухи из стерляди

В эту уху при желании вы также можете добавить и другие овощи – картофель, помидоры и даже баклажаны.

Время приготовления: 50 мин.
Количество порций: 4-5.
Калорийность: 126-164 ккал.
Кухонная техника и инвентарь: 2 миски, мангал, глубокая сковородка (казанок) с крышкой, доска кухонная, бумажные полотенца, решетка для мангала, терка, нож.

Ингредиенты

Стерлядь1 шт.
Лук2 шт.
Морковь1 шт.
Вода0,5-1 л
Укропнебольшой пучок
Сольпо вкусу
Перец (приправы)по вкусу

Пошаговое приготовление

  1. Подготовленную стерлядь нарезаем на небольшие порционные кусочки.
  2. Кладем ее ровным слоем в глубокую сковородку (казанок).
  3. Лук (2 головки) очищаем, промываем и нарезаем достаточно толстыми кольцами (шириной до 1 см). Выкладываем его на рыбу.
  4. Морковь чистим, промываем и натираем на терке. Выкладываем ее на луковый слой.
  5. Заливаем все водой (0,5-1 л). Точное количество воды зависит от размера рыбы и сковородки (казанка) – вода должна полностью покрыть рыбу с овощами.
  6. Накрываем сковородку крышкой, ставим ее на решетку, установленную на мангале.
  7. Через 20-30 минут уху солим, посыпаем перцем по вкусу и добавляем небольшой пучок нарезанного укропа.
  8. Готовим уху еще пару минут и подаем. Приятного аппетита!

Видео рецепта

Уха, приготовленная по этому рецепту, получается очень вкусной и насыщенной. Чтобы быстро и просто ее приготовить, рекомендую к просмотру данное видео!

Другие варианты приготовления

Есть много отличных рыбных блюд, которые обязательно стоит приготовить хотя бы раз, чтобы оценить их вкус. Советую приготовить блюдо из осетра – им вы наверняка удивите и порадуете гостей за праздничным столом. Также очень вкусный налим, запеченный в духовке, и голец, жаренный на сковороде. Чистить камбалу не совсем легко, зато блюда из нее получаются – просто «пальчики оближешь»!

Если вы хотите приготовить что-то изысканное и очень вкусное – приготовьте блюда из стерляди по моим рецептам. Результатами, обещаю, вы останетесь довольны. Если у вас есть свои «фирменные» рецепты блюд из этой рыбы – делитесь ими со мной. Заранее спасибо и успехов вам в приготовлении!

Как вкусно запечь стерлядь целиком на мангале от Сталика Ханкишиева

Стерлядь
Растительное масло
3-4 ложки йогурта
Чеснок
Имбирь
Смесь тандуи специя
Томатная паста
Паприка
Соль

1. Вам понадобится миска для смешивания маринада, немного растительного масла, 3-4 ложки хорошего йогурта, катыка, мацони, лишь бы без кусочков фруктов, чеснок, имбирь, особая смесь Тандури. В описании к ролику прочитайте, как ее можно сделать самим, хотя проще купить готовую. Томатная паста, паприка и, конечно, соль. Начинаем! Полголовки чеснока, примерно 30 грамм имбиря, 1,5-2 столовые ложки томатной пасты, индийская смесь Тандури — 2 столовые ложки, ложка с горкой соли и столовая ложка паприки. 2. Густой, обволакивающий, ароматный и очень красивый маринад готов. Топорик, молоток, перчатка. За голову. Заливаем маринадом рыбу, тщательно перемешиваем. И накрываем крышкой либо пищевой пленкой, чтобы за 12 часов, пока рыба маринуется в холодильнике, весь холодильник не пропах. Вы ели шашлык из стерляди, осетрины? Многие не любят, говорят, что невкусно, сухо получается. Вы знаете, почему сухо? Так пережаривают все. Именно поэтому в моем мангале уголь полыхает. 3. Необходимо, чтобы обмазка из йогурта и специй как можно быстрее превратилась в румяную устойчивую корочку, но при этом рыба внутри не должна перегреться.
Обратите внимание, что куски рыбы все нанизаны одинаково. Я сделал так для того, чтобы сначала как следует прожарить шкуру и спинку. Посмотрите. Вы видите, как спинка шипит? Ага, пора поворачивать. Потрогайте рыбу пальцем. Если она стала упругой, то значит она готова, готова полностью. И это означает, что можно желать приятного аппетита!

Видео рецепт смотрите ниже 👇

­«Это действительно царская рыба» О стерляди – Коммерсантъ Пермь

— Чем хороша стерлядь?

— Тем, что при ее приготовлении, независимо от того, умеете вы это делать или нет, с приправами или без приправ, с соблюдением рецепта или как придется — все равно получается вкусно. То есть неумелой готовкой ее не испортить. Кроме того, ее во все времена использовали практически всю, без остатка, исключая внутренности. У стерляди отсутствует позвоночник, вместо него хорда, из которой пекли знаменитые пироги с вязигой. Вообще в русской кухне трудно представить себе праздничный стол без стерляди. Это действительно царская рыба.

— Выбираем стерлядь так же, как любую другую рыбу?

— Конечно, в первую очередь внимательно осматриваем жабры, они должны быть темно-красными, и глаза, они не должны быть мутными. Есть еще один способ проверить свежесть стерляди. Кладете тушку на ладонь и если ни голова, ни хвост не свисают, значит, рыба свежая. О том, что не стоит брать замороженную, и говорить не приходится. В крайнем случае охлажденную. Будьте осторожны, если стерлядь долго лежит, она приобретает вкус ржавчины, может появиться горчинка. Храним свежую рыбу на льду не более двух дней.

— Есть ли особенности в обработке этой рыбы?

— Да, тут есть свои тонкости. Рыба покрыта слизью и буквально выскальзывает из рук. Если натереть рыбину крупной солью, а затем промыть ее холодной водой, слизь удалится. Можно использовать нитяные перчатки. На спине и по бокам у стерляди располагаются очень твердые щитки с острым как бритва краем. Их немного, но удалять нужно с особой тщательностью. Если стерлядь слегка ошпарить, они легко убираются при помощи специального ножа для рыбы.

— Как лучше всего готовить стерлядь?

— Готовится эта рыба преимущественно целиком. Можно запечь, приготовить на пару, гриле, — все зависит от возможностей вашей печи. Температуру желательно выбирать низкую, не выше 140 градусов, пять-семь минут — и блюдо готово. Подавать можно с кожей, можно ее снять — застить рыбу. В дачных условиях стерлядь прекрасно готовится на вертеле. Чаще, конечно, так готовили осетра, стерлядка мельче. Из специй лучше использовать только соль и перец, чтобы максимально сохранить натуральный вкус этой роскошной рыбы. Можно приготовить ее слабосоленой с хреном, зеленью. Для маринада понадобится морская соль, сахар, сок лимона, укроп, петрушка и еще я добавляю хрен. Этот корень дает хорошее послевкусие. Большое достоинство и одновременно недостаток стерляди в том, что она легко вбирает чужой вкус, потому ее необходимо осторожно сочетать с продуктами, которые имеют яркий вкус.

— С чем подавать такую рыбу?

— Она всегда подавалась целиком с хрустящими солеными огурчиками, квашеной капустой, грибами солеными, луковым взваром.

— Что это за блюдо луковый взвар?

— Это соус, для его приготовления используется репчатый лук, его нарезают мелкими кубиками, обжаривают до золотистого цвета, добавляют соль, перец, сливочное масло, мед, можно можжевеловые ягоды, затем вливается рыбный бульон, выпаривается и пробивается в блендере. Кроме лукового взвара, можно просто полить рыбу топленым маслом или подать ее с соусом из хрена. Хрен, соль, уксус, сахар и 33-процентные сливки или сметану пробивают в блендере и выдерживают в течение нескольких часов.

— Ведь именно из стерляди готовится «царская уха». Как правильно это сделать?

— Во-первых, для ухи используют мелкую стерлядку. Можно ее приготовить на основе рыбного бульона, например из нельмы и муксуна, а можно опустить стерлядь прямо в горячую подсоленную воду, добавить лук и перец. Важно помнить, что рыба должна не кипеть, а томиться, тогда уха будет прозрачной. Стерлядь вынимаем, снимаем кожицу и подаем отдельно от бульона.

И обязательно к такому блюду расстегай из стерлядки или кулебяку. Тесто в обоих случаях используется дрожжевое. Для начинки рыба берется сырая, репчатый лук нарезается кольцами, добавляется топленое масло. Кулебяка в сочетании с отварной стерлядью и насыщенным рыбным бульоном — это очень вкусно. Кстати, если бульон остался и его поместили в холодильник, он через несколько часов превратится в прекрасное желе. Это потому, что в стерляди очень много желирующих веществ.

— Значит, заливное из стерляди можно будет приготовить, не добавляя желатина?

— Совершенно верно. Для заливного блюда стерлядь варится целиком, вода должна подняться над рыбой не более чем на сантиметр. Если любите лавровый лист, то добавляйте его только в конце приготовления и совсем ненадолго, он может испортить блюдо. Лучше имбирь, он даст нежный пряный аромат. Чтобы бульон для заливного (его называют ланспик) был прозрачный, рыбу томим, кипятить нельзя. Стерлядь выкладываем на блюдо, заливаем холодным бульоном и помещаем в холодильник. Украсить можно зеленью, икрой, вареным яйцом, тут уж, на что хватит фантазии. Я предпочитаю оформлять тарелку, на которую выложена заливная рыба, долькой лимона, маринованным имбирем, томатами.

Беседовала Наталья Михайлова


Стерлядь соленая — рецепт с фото

Как засолить стерлядь.

Стерлядь соленая — это отличная закуска к праздничному столу или вкусному ужину, особых сложностей в приготовлении соленой стерляди нет и готовится она очень быстро. В засолке я обычно использую среднюю или мелкую рыбу, но если выбора нет, то подойдет любая. В приготовлении соленой стерляди нужно знать несколько небольших секретов, сегодня на eshpeydelay.ru я Вам о них расскажу.

Рецепт стерляди соленой:
  • 4 не больших стерлядки;
  • 1 луковица;
  • 2 ложки с горкой соли;
  • перец по вкусу;
  • 1 небольшая картошка;
  • немного растительного масла.

Ход работы:

У стерляди отрезаем немного нос, упираем её носом в разделочную доску и срезаем жучки с хребта, боковой линии и живота.

Затем отрезаем у стерлядки голову.

Подцепляем ножом кожу и полосками всю снимаем.

Отрезанные части стерлядки выбрасывать не стоит, из них можно приготовить очень вкусную уху.

Стерлядь разрезаем по брюшку и удаляем внутренности. Промываем, затем разрезаем рыбу на кусочки.

В миску наливаем воды и ложем картошку, картошка утонула.

Кладем в миску соль и мешаем, сыпим соли столько, чтобы картошка всплыла.

(Ушло примерно две ложки с горкой соли).

Спускаем в тузлук рыбу.

Оставляем рыбу на полчаса солиться.

Пока рыба солиться, почистим и порежем лук.

Через полчаса вынимаем стерлядь, промоем проточной водой. На дно контейнера положим половину лука на лук стерлядь, поперчим, добавим остальной лук и польём немного растительного масла.

Всё перемешаем, закроем крышкой и уберём в холодильник.

Если делать с вечера, то к утру рыба будет готова. На засолку уходит около десяти  часов, то есть если вы засолите стерлядь утром, то кушать можно уже вечером.

Готовую соленую стерлядь выкладываем на тарелку и подаём к столу.

Приятного аппетита!

В качестве дополнения предлагаю посмотреть видео вкусного рецепта приготовления стерляди:

Уха из стерляди

Это способ сложнее домашнего, зато готовая уха получается вкусней и ароматней при том же количестве рыбы.

слов стерляди, слова стерляди, анаграмма стерляди

Этот веб-сайт требует JavaScript для правильной работы.
Пожалуйста, включите JavaScript в вашем браузере.

СТЕРЛЕТ — слово для игры

`

существительное

пл. стерлядь

мелкий осетр

80 слов для игры можно составить из «STERLET»

Двухбуквенных слов (Найдено 6)

Слова из 3 букв (Найдено 18)

Слова из 4 букв (Найдено 26)

Слова из 5 букв (Найдено 18)

Слова из 6 букв (Найдено 8)

Слова из 7 букв (Найдено 4)

Комментарии

Что заставило вас поискать стерлядь? Включите любые комментарии и вопросы, которые у вас есть по поводу этого слова.

Нарушения уровня плоидности у гиногенетической стерляди Acipenser ruthenus

Схема эксперимента

Это исследование было проведено в строгом соответствии с рекомендациями польского ACT от 21 января 2005 г. Экспериментов на животных, Dz.У. з 2005 г. № 33, поз. 289. Протокол был одобрен Местным этическим комитетом экспериментов на животных Варминско-Мазурского университета в Ольштыне, Польша (номер разрешения: 75/2012).

Доноры гамет для этого исследования были получены из маточного стада осетровых рыб на рыбоводной ферме Wasosze, Польша. Четыре самки стерляди-альбиноса в возрасте 6 лет со средней массой тела 3000 г (самка A, самка B, самка C и самка D) и четыре самца стерляди дикого окраса в возрасте 5 лет со средней массой тела 3000 г (самец A, Самец B, самец C и самец D) использовали для получения яиц и сперматозоидов, чтобы вызвать гиногенез. Перед контролируемым воспроизводством все производители были генотипированы с использованием трех локусов микросателлитной ДНК ( Afu-68 , AfuB-68 и Spl-163 ). «Контролируемое спаривание» производителей применялось на основе различий в генетических профилях самок и самцов (Kaczmarczyk and Fopp-Bayat 2013). Сбор гамет и оценку их качества выполняли, как описано ранее (Fopp-Bayat et al. 2007). Одна самка стерляди произвела от 250 до 300 г овулировавших яиц.Приблизительно 50 мл спермы от каждого самца стерляди было получено во время однократного отсасывания, выполненного с помощью шприца. Молоко от самца A и самца C центрифугировали, и его семенную жидкость применяли для разведения сперматозоидов самца B, самца C и самца D. Разбавленная сперма (1: 9) подвергалась воздействию УФ-излучения в дозе 135 Дж / м -2 (Fopp-Bayat et al. 2007).

Данные, опубликованные Dettlaff и Vassetzky (1991), и наши наблюдения, проведенные на зародышах стерляди на стадии двух бластомеров, показали, что первое митотическое деление произошло при температуре 15 ° C, обычно между 160 и 180 минутами после активации ( МПа). Однако яйца с ранним или отсроченным первым расщеплением клеток наблюдались и в той же партии яиц. В настоящем исследовании было проведено два эксперимента для изучения эффективности температурного шока, применяемого при 160, 170 и 180 МПа, чтобы нарушить первое клеточное расщепление в яйцах стерляди.

В эксперименте I яйца стерляди-альбиноса самки A (20 000 яиц) и самки B (20 000 яиц) были активированы облученными сперматозоидами стерляди (самец B). Обезвреживание яиц проводилось с использованием растворов NaCl и дубильной кислоты (Feledi et al.2011). В диплоидных гиногенетических вариантах экспериментов (GA 180 и GB 180) часть активированных яиц (10000 яиц от каждой самки) подвергалась тепловому шоку (34 ° C в течение 2,5 минут при 180 МПа) для подавления первой клетки. расщепления и восстановления диплоидного состояния в гиногенетических зиготах (рис. 1). Яйца, собранные у самки А и самки B, которые не подвергались тепловому шоку, составили гаплоидные контрольные группы (HA и HB, соответственно). Кроме того, качество яйцеклеток проверяли путем оплодотворения яиц (10000 яиц от каждой самки) необлученной спермой стерляди (группы CA и CB).

Рис. 1

Схема гиногенетических опытов на стерляди Acipenser ruthenus

Другой эксперимент (Эксперимент II) был проведен с яйцами стерляди-альбиноса от самки С (21000 яиц) и самки D (21000 яиц), а также с УФ-облученной спермой стерляди дикого цвета. Чтобы подавить первое митотическое деление и восстановить диплоидное состояние митотических гиногенетических зигот, часть активированных яиц (14000 яиц, разделенных на две группы) подвергали тепловому шоку при температуре 34 ° C в течение 2.За 5 мин нанесено 160 (GC 160 и GD 160) и 170 (GC 170 и GD 170) МПа (рис. 1). Гаплоидные (HC и HD) и нормальные диплоидные (CC и CD) контрольные группы также были предоставлены в этом эксперименте (7000 яиц в каждой экспериментальной группе).

В обоих экспериментах между активацией яиц и воздействием теплового шока поддерживалась температура инкубации 15 ° C. Во избежание фотореактивации сперму и эмбрионы хранили в отсутствие света в течение 5 часов. Выживаемость эмбрионов и личинок регистрировали на разных стадиях развития: оплодотворении (3 часа после активации, гПа), нейруляции (50–60 гПа) и вылуплении (5-6 дней после активации, сна).Неоплодотворенные яйца и мертвые эмбрионы удаляли, чтобы предотвратить грибковую инфекцию. При 5–6 снах подсчитывали количество свободно плавающих личинок в каждой обработке. Аномальных личинок и невылупившихся яиц удаляли из резервуара и также подсчитывали. Вылупившихся личинок из каждой отдельной обработки переносили из системы вылупления в систему выращивания с проточной аэрированной водой (16 ° C), где они оставались до отбора проб для молекулярного и цитогенетического анализа.

Генетическая проверка гиногенетического потомства

Произвольно отобранные личинки ( n = 15–35) из экспериментальных групп и контрольных групп были взяты через 6 дней после вылупления (dph) для цитогенетического и молекулярного анализа. Хвост от каждой отобранной личинки и зажимы плавника от четырех самок-альбиносов хранили в 96% этаноле для молекулярного анализа. 0,5 мл образца спермы от каждого мужчины замораживали и хранили при -70 ° C для выделения ДНК. Геномная ДНК для амплификации трех микросателлитных локусов, Afu-68 , AfuB-68 и Spl-163 (May et al. 1997; McQuown et al. 2000), была выделена из хвостов и зажимов плавников с использованием Набор для очистки ДНК Sherlock (A&A Biotechnology, Польша) по методике производителя.Выделение геномной ДНК из сперматозоидов проводили в соответствии с процедурой, описанной Fopp-Bayat и Ciereszko (2012). Реакционные смеси готовили в общем объеме 25 мкл с 40 нг ДНК-матрицы, 1 × реакционным буфером для полимеразной цепной реакции (ПЦР) (50 мМ KCl, pH 8,5; Triton X-100), 0,4 мМ каждого праймера, 0,25 мМ. каждого дезоксинуклеотидтрифосфата (dNTP), 3,3 мМ MgCl 2 и 0,6 единиц ДНК-полимеразы GoTaq Flexi (Promega, Мэдисон, Висконсин, США). Повторно дистиллированную воду использовали для доведения реакционной смеси до желаемого конечного объема.Амплификацию проводили с помощью термоциклера MasterCycler Gradient Thermal Cycler (Eppendorf, Германия) с начальной денатурацией при 94 ° C в течение 5 минут с последующими 33 циклами амплификации (94 ° C, 1 мин; 53–55 ° C, 30 с; 72 ° C). C, 30 с) и окончательное удлинение при 72 ° C в течение 5 мин. Чтобы сделать возможным генотипирование продуктов ПЦР с помощью генетического анализатора Applied Biosystems 3130, прямые праймеры были помечены 5′-меткой различными флуоресцентными репортерными красителями ( Afu-68 -FAM, AfuB-68 -VIC, Spl-163 -НЕД).Длины амплифицированных фрагментов ДНК определяли с использованием секвенатора Applied Biosystems 3130 Genetic Analyzer по отношению к стандарту размера красителя GeneScan 600 LIZ (Applied Biosystems, Фостер-Сити, Калифорния, США). Размеры фрагментов и аллели определяли с использованием программного обеспечения GeneMapper и Genetic Analyzer (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) в соответствии с рекомендациями производителя.

Те же самые микросателлитные ДНК-маркеры были первоначально проанализированы у родительских особей. Дискриминация рисунка отпечатка пальца была основана на свидетельстве наличия специфичных для самок полос, которые присутствовали в гиногенетическом потомстве в каждой из экспериментальных групп.

Цитогенетическая проверка экспериментального потомства

Личинок гиногенетической и контрольной групп помещали в 0,025% раствор колхицина на 4 ч при комнатной температуре. После инкубации личинок умерщвляли, их головы помещали в холодный гипотонический раствор (0,075 М KCl) и инкубировали в течение 1 ч при 4 ° C. После обработки раствором KCl добавляли несколько капель свежеприготовленного фиксатора (метанол: уксусная кислота, 3: 1) и образцы хранили в холодильнике в течение 15 мин.Затем образцы тканей помещали в свежеприготовленный фиксатор, который после этого меняли 2–3 раза. Наконец, гипотонизированные и фиксированные ткани гомогенизировали с помощью препаровальных игл в присутствии фиксатора. Одну или две капли предоставленных клеточных суспензий помещали на предметные стекла микроскопа и оставляли сушиться. После этого метафазные спреды окрашивали окрашиванием по Гимзе. От двух до шести высококачественных метафазных спредов от каждой цитогенетически изученной личинки анализировали под микроскопом Zeiss Axio Imager A1, оснащенным люминесцентной лампой и цифровой камерой.Захваченные изображения обрабатывали электронным способом с использованием программного обеспечения Band View / FISH View (Applied Spectral Imaging).

Определение стерляди по Merriam-Webster

стер · пусть | \ ˈStərlə̇t \

: небольшой осетр ( Acipenser ruthenus ), обитающий в основном в Каспийском море и его реках и высоко ценимый за его вкус и икру.

Текущая программа зарыбления стерляди (Acipenser ruthenus, L.) может негативно повлиять на его генетическую изменчивость в Среднем Дунае

Знай. Manag. Акват. Экосист. 2019, 420, 19

Научная статья

Текущая программа зарыбления стерляди (

Acipenser ruthenus , L.) может негативно повлиять на ее генетическую изменчивость в Среднем Дунае

Le program actuel d’empoissonnement du Sterlet (

Acipenser ruthenus , L.), которая отрицает влияние на генетическую вариацию в Дунае, моя

Ладислав Пекарик 1 , 2 * , Зузана Чампорова-Заловичова 1 , Дарина Арендт 1 и Федор Чампор-младший 1

1 Зоологическая лаборатория, Центр растениеводства и биоразнообразия, Dúbravská Cesta 9, Братислава 84523, Словакия
2 Педагогический факультет Трнавского университета, Priemyselná 4, PO Box 9, Trnava 91843, Словакия

* Автор, ответственный за переписку: [email protected]

Аннотация

Изначально река Дунай была населена шестью аборигенными видами осетровых, но в настоящее время стерлядь ( Acipenser ruthenus L .) Является единственным местным видом осетровых, все еще населяющим словацко-венгерский участок Среднего Дуная. Все виды осетровых находятся на грани исчезновения, страдая от чрезмерного вылова рыбы, загрязнения воды, незаконного промысла, браконьерства или других негативных воздействий. Необходимы срочные и надлежащие действия для предотвращения их исчезновения, а оценка их генетического разнообразия является одним из важнейших инструментов программ сохранения.Поскольку меры управления в основном носят локальный характер, мы сначала сосредоточились на сравнении и анализе местных источников рыбы для восстановления популяции и естественной (дикой) популяции на прилегающем участке реки Дунай. Мы использовали 2 фрагмента митохондриальной ДНК и 12 микросателлитов для анализа генотипа трех групп стерляди: , т.е. диких, маточных и зарыбленных особей из словацкой части Дуная. Митохондриальные маркеры всех групп были диверсифицированы так же, как и популяции из других частей Дуная.Это подтвердило принадлежность маточного стада и зарыбленной рыбы к первоначальной популяции Дуная. Микросателлиты выявили очень похожие модели среди сравниваемых групп, но мы обнаружили возможные негативные тенденции, отражающиеся в потере полиморфизма в нескольких локусах маточного стада и зарыбленных особей.

Резюме

Le Danube était à l’origine peuplé de six espèces d’esturgeons indigènes, mais à l’heure actuelle, le Sterlet ( Acipenser ruthenus L.) est la seule espèce d’esturgeon indigène qui occupe encore-la parongtie slova du Danube moyen.Toutes les espèces d’esturgeons sont menacées d’extinction, souffrant de surpêche, de environmental des eaux, de pêche illégale, de braconnage ou d’autres воздействует отрицательно. Ургентные средства и соответствующие необходимые средства для предотвращения вымирания и оценка разного рода генетических ресурсов, необходимых для программ сохранения природных ресурсов. Comme les mesures de gestion sont Principalement de the nature locale, nous nous sommes d’abord, концентрируется на сопоставлении и анализе источников locales de poissons pour le rétablissement de la Population et de la population naturelle (sauvage) dans le tronçon прилегающий дю Дунай .Nous avons использует два фрагмента митохондрий ADN и микросателлиты douze для анализатора генотипа троичных групп стерлядей, c’est-à-Dire des Individuals sauvages, des géniteurs en pisciculture et des Individualus déversés dans la partie slovaque du Danube. Les marqueurs mitochondriaux de tous les groupes étaient diversifiés de la même façon que les populations d’autres party du Danube. Здесь вы найдете подтверждение того, что вы собираетесь жить в апартаменты с местным населением Дуная.Эти микросателлиты связаны с повторением тенденций, которые похожи на группы сравнения, основные пути развития негативных тенденций возможны, так как они не имеют ничего общего с полиморфизмом в различных местах, являющихся генеральными и отдельными людьми.

Ключевые слова: звездочка / генетическое разнообразие / управление зарыблением / Средний Дунай

Mots clés: стерлядь / diversité génétique / gestion de laservation / Danube moyen

© L. Pekárik et al. , опубликовано EDP Sciences 2019

Это статья в открытом доступе, распространяемая в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution License CC-BY-ND (http: // creativecommons.org / licenses / by-nd / 4.0 /), что разрешает неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии правильного цитирования оригинальной работы. Если вы делаете ремикс, трансформируете или дополняете материал, вы не можете распространять измененный материал.

1 Введение

Исторически в реке Дунай было зарегистрировано шесть местных видов осетровых (Reinartz, 2002). После того как миграционный путь был закрыт плотинами I и II Железных ворот в 1972 году, только три вида — стерлядь ( Acipenser ruthenus , L.), русский осетр ( Acipenser gueldenstaedtii , Brandt, 1833) и судовой осетр ( Acipenser nudiventris , Lovetsky, 1828) были отмечены в Среднем Дунае (Holčík, 1989). В начале двадцать первого века два оставшихся вида, стерлядь и русский осетр, присутствовали на словацко-венгерском участке Среднего Дуная (Holčík et al. , 2006). В настоящее время стерлядь является последним аборигенным видом осетровых, все еще регулярно населяющим словацко-венгерский участок Среднего Дуная (подробности см. В Friedrich, 2018).

Значительное сокращение популяции стерляди наблюдалось в Среднем Дунае с начала двадцать первого века (Guti, Gaebele, 2009). Несмотря на то, что были предприняты значительные усилия по искусственному размножению стерляди с помощью обширных зарыблений, и в первые годы казалось, что популяция стерляди восстановилась (Reinartz, 2002), популяция колеблется, но тенденция все еще снижается. Программа нерегулярного зарыбления началась в 1989 году в Словакии (Holčík et al., 2002). С начала двадцать первого века программа зарыбления носит регулярный характер, и ежегодно вылавливается несколько тысяч (до десяти тысяч) молоди (данные предоставлены Союзом рыболовов Словакии). Заготовленные стерлядь дунайского происхождения из словацко-венгерского участка Дуная. Эффективность прошлых запасов была более или менее неизвестна до последних нескольких лет. Выборка из 1270 особей из зарыбленных особей была помечена метками FLOY в течение 2013–2016 гг. Коэффициент повторной поимки был очень низким, две особи были повторно пойманы через несколько недель после зарыбления, и одна метка была обнаружена в желудке вельсов ( Silurus glanis , L.) примерно через 1 месяц после посадки (Кубала и др. , 2017). Кроме того, в последние годы очевидно старение популяции стерляди. Средний вес улова стерляди, по данным Словацкого союза рыболовов, увеличивается с 2,0–2,5 кг в 2003–2007 гг. До 3,0–4,0 кг в 2011–2016 гг., Что может быть вызвано отсутствием более молодых классов.

Анализы генетической изменчивости маточного стада стерляди и зарыбленных особей с упором на цели управления практически отсутствуют. Если образцы из аквакультуры подвергаются генетическому анализу, они обычно включаются в более крупные филогеографические исследования ( e.грамм. Zhang et al. , 2013). Виды рыб с высокой плодовитостью могут дать большое количество потомства всего от нескольких особей. Плодовитость осетровых очень высока (Holčík, 1989), и, таким образом, связанные с дрейфом изменения могут привести к эффекту «узкого места» и отрицательно повлиять на формирование генетической изменчивости популяции. Впоследствии эффективный размер популяции склонен снижаться ниже критических пороговых значений. Это уменьшение может привести к быстрой потере редких аллелей и другим связанным с дрейфом изменениям частот избирательно нейтральных аллелей, а также к снижению полигенной изменчивости (Tringali and Bert, 1998).Поскольку информация о генетическом разнообразии является одним из важнейших инструментов в программах сохранения, основной целью этого исследования было оценить генетическую идентичность и структуру диких, маточных и зарыбленных особей из словацкой части Дуная, сравнить их генетические особенности. разнообразия и дать рекомендации по управлению поголовьем в будущем.

2 Материал и методы

2.1 Отбор проб

Одиннадцать диких стерлядей, отобранных на словацко-венгерском участке реки Дунай на км 1714–1717 в 2016 г. (группа WILD; W01 – W11), были проанализированы в качестве эталонных диких образцов.В анализ были включены 30 особей F1 из маточного стада предположительно дунайского происхождения (группа F1; F01 – F30) и 10 зарыбленных особей, использованных в программе зарыбления в 2016 г. (группа ЗАПАСОВ; S01 – S10) (табл. S1). Маточное стадо (F1) и родители зарыбленных особей (STOCK), использовавшиеся в Словакии, имели одно и то же среднедунайское происхождение. Первоначально их держали вместе, но позже разделили на две группы, принадлежащие двум разным владельцам. Меньшее количество выборок в основном связано с низкой численностью стерляди в изученной части Дуная, но размер набора данных сопоставим с другими исследованиями стерляди ( e.грамм. Doukakis et al. , 1999; Dudu et al. , 2013; Chassaing et al. , 2016). Зажимы брюшных плавников были взяты без смертельного исхода, и рыба была выпущена обратно в реку сразу после отбора проб. Образцы тканей хранили в 99,9% этаноле и хранили при -25 ° C.

2.2 Лабораторные процедуры

Геномную ДНК

экстрагировали с использованием стандартного набора для экстракции (DNeasy Blood and Tissue kit, QIAGEN, Нидерланды) в соответствии с протоколом производителя.Ваучеры и извлеченная ДНК хранятся в учреждении автора.

Два митохондриальных маркера были использованы для оценки генетической идентичности и генетической структуры трех целевых групп стерляди. Частичный цитохром b (CYTB; фрагмент 1100 п.н.) амплифицировали с использованием праймеров L15267 и h26526 (Briolay et al. , 1998), а частичный цитохром с-оксидазу I (COI; фрагмент 686 п.н.) амплифицировали с использованием праймеров FF2d и FR1d (Иванова ). и др. , 2007). Полимеразные цепные реакции (ПЦР) проводили в общем объеме 25 мкл с использованием ДНК-полимеразы DreamTaq ™ (Promega), содержащей 1 мкл ДНК-матрицы, настроенной следующим образом: 2 ‘начальная денатурация при 94 ° C, 35 циклов (94 ° C для 30 дюймов, 48 ° C для 40 дюймов, 72 ° C для 40 дюймов), конечное удлинение 10 футов при 72 ° C.Для электрофореза использовали 5 мкл продуктов ПЦР (1% агарозный гель) для проверки амплификации, а оставшийся объем очищали с использованием экзонуклеазы I и щелочной фосфатазы (Werle et al. , 1994). Секвенирование успешно амплифицированных продуктов ПЦР проводили в коммерческой лаборатории (Macrogen Europe, Inc., Амстердам, Нидерланды).

микросателлитов использовались для сравнения генетического разнообразия целевых групп стерляди. Двенадцать пар наиболее часто используемых микросателлитных праймеров были протестированы на нескольких особях A.ruthenus . Изначально четыре локуса были разработаны для озерного осетра (LS19, LS34, LS54, LS39–; May et al. , 1997), шесть — для осетровых рыб (Aox9, Aox12, Aox23, Aox27, Aox45–; King et al. ). , 2001; AoxD234–; Henderson-Arzapalo and King, 2002) и два для адриатического осетра (AnacE4, AnacC11–; Forlani et al. , 2008). Короткая последовательность M13 (CACGACGTTGTAAAACGAC) была добавлена ​​к более подходящему праймеру на основании оценки температуры плавления праймера и вторичной структуры праймера в NetPrimer (http: // www.premierbiosoft.com/netprimer/netprimer.html). Наилучшие температуры отжига были оценены с помощью градиентной ПЦР на нескольких образцах (условия ПЦР были такими же, как указано ниже, за исключением диапазона температур отжига: 45–69 ° C), и продукты амплификации были визуализированы на 2% агарозном геле, чтобы проверить, содержат ли они микросателлиты . Впоследствии вариабельность локусов анализировали на анализаторе ДНК LI-COR 4300 (LI-COR Biosciences) с использованием длины аллелей. ПЦР проводили для всех собранных образцов с использованием Eppendorf Mastercycler и DreamTaq ™ ДНК-полимеразы (Promega) для общего объема 10 мкл, содержащего прибл.50 нг геномной ДНК, 1 мкл буфера DreamTaq ™, 0,6 мкл Mg 2+ (25 мМ), 0,2 мкл смеси dNTP (10 мМ), 0,5 мкл 1,0 пмоль · мкл-1 меченых и немеченых праймеров, 0,33 мкл 1,0 пмоль · мкл-1 LI-COR® 700 или 800 IRD-меченного праймера M13 (LI-COR Biosciences), 0,05 мкл (0,625 ед.) ДНК-полимеразы DreamTaq ™ и воды, свободной от нуклеаз, на 10 мкл. Условия ПЦР были следующими: начальная денатурация при 94 ° C в течение 5 минут, 35 циклов при 94 ° C в течение 30 дюймов, 56–58 ° C в течение 30 минут, 72 ° C в течение 45 дюймов и конечная элонгация при 72 ° C. для 10 ′.Денатурированные продукты ПЦР подвергали электрофорезу в 6,5% полиакриламидном геле KB Plus в анализаторе ДНК LI-COR 4300 (LI-COR Biosciences).

2.3 Генетический и статистический анализ

Последовательности митохондриальных фрагментов CYTB и COI редактировали в Sequencher 5.1 (генные коды). Все вариабельные положения были проверены на хроматографах, а ненадежные образцы были отброшены. Выравнивания, окончательная матрица, выбор модели замещения, деревья максимального правдоподобия (ML) и поддержка Bootstrap (1000 повторов) были выполнены с использованием MEGA 6.06 (Тамура и др. , 2013). Деревья были доработаны в FigTree v1.4.2. Чтобы изучить отношения гаплотипов, в PopART была построена сеть медианного соединения (MJN) (Leigh and Bryant, 2015). Происхождение каждого образца, несущего данный гаплотип, было закодировано цветом, чтобы проиллюстрировать распределение гаплотипов среди анализируемых групп. Индексы разнообразия рассчитывались в программе DNAsp 5.0 (Librado and Rozas, 2009). Анализ объединенных данных не проводился из-за различных наборов данных по образцам, представляющим оставшиеся виды осетровых.Все последовательности были отправлены в GenBank и в систему штрих-кодов Life Data (жирный шрифт). Номера доступа, выделенные жирным шрифтом идентификаторы процессов и BIN для COI перечислены в таблице S1. Полный набор данных доступен на dx.doi.org/10.5883/DS-SKACIRUT.

Дополнительные общедоступные последовательности CYTB (7) и COI (15) A. ruthenus из разных местностей, а также последовательности, представляющие другие виды Acipenser , были загружены из GenBank и BOLD и включены в анализ.

Данные микросателлитов были протестированы на предмет возможного наличия ошибок генотипирования, нулевых аллелей и выпадения аллелей в MicroChecker v2.2.3 (Ван Остерхоут и др. , 2004). Частота аллелей, информационный индекс Шеннона, наблюдаемая и ожидаемая гетерозиготность, индекс инбридинга и тест на неравновесие по сцеплению были рассчитаны в GenAlEx (Peakall and Smouse, 2006) и Arlequin v3.5.1.2 (Excoffier et al. , 2005), с 1000 перестановки. Метод моделирования байесовской кластеризации на основе моделей, реализованный в программном обеспечении STRUCTURE v.2.3 (Pritchard et al. , 2000), был использован для изучения наиболее вероятного количества различных генетических кластеров (K) в наборе данных.Программа была запущена для K = 1–10, предполагая модель примеси и коррелированные частоты аллелей с настройкой LOCPRIOR. Параметр LOCPRIOR использовался для обнаружения структуры путем предоставления априорных значений для байесовского процесса присвоения на основе принадлежности к отдельным группам (W, F, S) (Hubisz et al. , 2009). Цепь Маркова Монте-Карло была запущена с 500 000 повторений после 50 000 итераций. Наиболее вероятное количество кластеров было определено методом Эванно (Evanno et al., 2005) с использованием STRUCTURE Harvester для визуализации результатов (Earl and vonHoldt, 2012). Немодельное моделирование с помощью дискриминантного анализа основных компонентов (DAPC) использовалось для предложения оптимального распределения людей по заранее определенным группам в зависимости от дискриминантной функции основных компонентов. Статистическая среда R (R Core Team, 2017) и пакет adegenet использовались для DAPC (Jombart and Ahmed, 2011).

3 Результат

3.1 Анализ данных мтДНК

Все доступные последовательности A.ruthenus (CYTB — 51, COI — 64) и образцы, представляющие остальные видов Acipenser , были использованы в анализах. Оба митохондриальных фрагмента сгруппировали образцов A. ruthenus в четко очерченный кластер с высокой степенью поддержки, что подтверждает их полезность для определения видов (рис. 1). Остальные виды, за некоторыми исключениями, также были хорошо узнаваемы. Несколько гибридов были включены в кластер A. ruthenus , что позволяет предположить, что их родительская самка принадлежала к A.ruthenus .

Внутри фрагментов CYTB было обнаружено 14 гаплотипов (13 в словацких образцах), которые были дифференцированы с помощью от одной до четырех стадий мутации (рис. 2). Разнообразие нуклеотидов было низким (Pi: 0,0024), разнообразие гаплотипов было выше (Hd: 0,878). Образцы были относительно равномерно распределены по гаплотипам, только три (cobHT3, cobHT5, cobHT13) превышали частоту 10%, а cobHT11 был наиболее частым (21,6%). Анализ фрагментов COI показал гораздо меньшее разнообразие (Pi: 0,00076, Hd: 0.353). Было обнаружено всего шесть гаплотипов (три в Словакии), разделенных одной-двумя мутациями. Почти 80% образцов (51) принадлежали к coxHT1, а остальные гаплотипы встречались гораздо реже (табл. S2). Что касается образцов, собранных в Словакии, наиболее разнообразной оказалась группа WILD, представленная восемью гаплотипами CYTB или двумя гаплотипами COI. Группа F1 была представлена ​​пятью гаплотипами CYTB и двумя гаплотипами COI; наименьшее разнообразие зафиксировано в группе STOCK (по одному гаплотипу на каждый фрагмент).Как показал анализ ML, сети гаплотипов подтвердили тесную связь образцов из Словакии с образцами из других регионов распространения вида (рис. 2). Обе группы, , то есть словацких образцов и оставшиеся, имели два гаплотипа CYTB и один гаплотип COI.

рисунок 1

Деревья максимального правдоподобия на основе двух фрагментов мтДНК образцов Acipenser и Huso (новые последовательности, полученные в рамках этого исследования, а также образцы GenBank и BOLD A.ruthenus и другие виды Acipenser и Huso ). Числа рядом с узлами представляют значения Bootstrap. A. ruthenus Клада представлена ​​обнаруженными гаплотипами, полный список образцов см. В дополнительной таблице S2.

Рис. 2

Сети гаплотипов (MJN) на основе двух фрагментов мтДНК. Красный, желтый и зеленый цвета представляют образцы из Словакии, синий — образцы из других стран.

3.2 Микросателлиты

Среди 12 протестированных пар микросателлитных праймеров мы получили воспроизводимую амплификацию для 6 локусов (LS19, LS34, LS39, LS54, Aox27, Aox45). Среди этих шести локусов пять проявили полиморфизм и использовались в анализах, а один был мономорфным (LS54). MicroChecker не обнаружил признаков выпадения большого аллеля, заикания в каком-либо локусе или наличия нулевого аллеля. Всего было идентифицировано 23 аллеля, 20 аллелей для группы F1, 18 аллелей для группы WILD и 16 аллелей для группы STOCK (группа F1 включала больше образцов).Самый высокий процент полиморфных аллелей был в группе WILD (100%) с P -значение 1 для всех микросателлитов (Табл. 1). Модель потери аллелей наблюдалась в группе F1 (полиморфизм 80%) и группе STOCK (полиморфизм 60%). Байесовский кластерный анализ показал одну однородную группу со слабыми сдвигами среди групп WILD (2), F1 (3) и STOCK (1) (рис. 3). DAPC указывает на одну группу с видимыми тенденциями в ее разделении на группы WILD, F1 и STOCK (рис. 4). Разделение групп может быть подтверждено вероятностью групповой идентичности с большинством индивидов, принадлежащих к заранее определенной группе.

Рис. 3

Результаты байесовского кластерного анализа для образцов Acipenser ruthenus из Словакии. Каждая полоса представляет собой отдельную особь, цвета — генетические кластеры; Группы стерляди: 1 — подвой, 2 — дикая, 3 — F1.

Рис. 4

Дискриминантный анализ основных компонентов микросателлитных данных трех исследованных групп A. ruthenus .

Таблица 1

Характеристики микросателлитных локусов для 3 групп стерляди ( Acipenser ruthenus ).N — количество особей; Na — количество обнаруженных аллелей; Ne — количество эффективных аллелей; I — информационный указатель Шеннона; Ho — наблюдаемая гетерозиготность; Он — ожидаемая гетерозиготность; Fis — индекс инбридинга; S — сток; W — дикий.

4 Обсуждение

Программы зарыбления — широко используемые инструменты для управления популяциями целевых видов рыб, и это уже более века является обычной практикой в ​​Европе. В прошлом его основной целью было увеличение популяций рыб для любительского рыболовства.В последние десятилетия рассмотрение генетических характеристик маточного стада или зарыбленных особей стало обычной практикой во всем мире из-за потенциального воздействия на местные дикие популяции. Два наиболее часто контролируемых атрибута — это происхождение выпущенной рыбы и ее генетический состав. Такая информация даже более важна в программах зарыбления исчезающих видов, где воздействие может быть намного выше.

В этой работе мы сначала сосредоточились на сравнении генетической изменчивости содержащихся стерляди, выращиваемых в хозяйствах для разведения, и дикой популяции в прилегающей части большой реки (словацко-венгерский участок Дуная), где разводят эту рыбу.Поскольку деятельность по пополнению запасов часто носит локальный характер, результаты этого исследования могут иметь прямое и практическое влияние на действия руководства. Он должен включать скоординированную программу зарыбления в масштабах всего бассейна и использовать более разнообразные маточные стада, дополняемые дикими особями. Анализ митохондриальных и ядерных маркеров у диких рыб, маточного стада и особей в зарыблении выявил их дунайское происхождение и различия в генетической структуре групп. Образцы мтДНК анализировали вместе с известными данными по другим видам осетровых.Фрагмент штрих-кодирования (COI) показал высокую надежность при определении образца (рис. 1). Ранее были опубликованы различные филогенетические реконструкции, предлагающие отношения A. ruthenus с Huso dauricus или A. stellatus (, например, Birstein and DeSalle, 1998; Zhang et al. , 2013). Наши результаты, основанные на обоих фрагментах (CYTB, COI), подтверждают тесную связь между A. ruthenus и A. nudiventris , что соответствует выводам Ludwig et al. (2001) или Mugue et al. (2016). Оба митохондриальных фрагмента оказались очень надежными с точки зрения разграничения видов, и мы можем сделать вывод, что дикие, маточные и зарыбленные рыбы имеют одно и то же происхождение, скорее всего, из Среднего Дуная. Единственная неразрешенная группа была обнаружена при использовании CYTB, включая A. baeri , A. gueldenstaedtii , A. persicus и A. naccarii . Вероятно, это было вызвано их очень близкими отношениями и низким разрешением более коротких фрагментов.Фрагмент штрих-кодирования (COI) показал очень совпадающие результаты с анализом всего митогенома (Mugue et al. , 2016).

Оба митохондриальных фрагмента также важны для оценки генетического (нуклеотидного, гаплотипического) разнообразия внутри групп. Генетическое разнообразие является центральной концепцией эволюционной биологии, которая связана со сложностью организма и способностью вида реагировать на изменения окружающей среды (, например, O’Brien, 1994; Lynch and Conery, 2003). Отсутствие разнообразия обычно рассматривается как свидетельство наличия небольшой или находящейся под угрозой исчезновения популяции (Amos and Balmford, 2001; Pauls et al., 2013). Такое снижение генетического разнообразия может быть вызвано прямым действием человека, что может привести к нежелательным эффектам узких мест, которые могут постепенно снижать способность людей адаптироваться к изменениям окружающей среды и преодолевать их (Leberg and Firmin, 2008). В целом восстановленное митохондриальное разнообразие популяции стерляди в Среднем Дунае (словацко-венгерский участок) сопоставимо с другими частями реки (, например, Reinartz et al. , 2011; Cvijanović et al., 2015), но внутри трех групп, особенно для более вариабельного CYTB, наблюдалась заметная разница в количестве гаплотипов (W — 8, F1 — 5, S — 2). Несмотря на почти самый низкий размер, группа WILD имела наибольшее количество гаплотипов. Наименьшее количество гаплотипов было зарегистрировано в группе STOCK, что также было подтверждено более консервативным COI. Это может быть связано с недостаточным обменом особями, используемыми при управлении пополнением запасов, и может представлять собой первый предупреждающий знак, указывающий на снижение генетического разнообразия между группами.Хотя группа WILD достигла наивысшего генетического разнообразия, вероятно, она представляет лишь небольшую часть первоначальной изменчивости в результате сокращения популяции в прошлом (Chassaing et al. , 2016). Это сказалось и на небольшом количестве отловленных особей. Для сохранения или улучшения генетического разнообразия стерляди в Среднем Дунае очень важно обеспечить учет генетического разнообразия выпущенной рыбы при управлении пополнением запасов, наиболее предпочтительно за счет использования рыбы из различных источников исходной дунайской популяции. .

Кроме того, фрагменты мтДНК сравнивали с частотами аллелей микросателлитных маркеров. Хотя количество полиморфных микросателлитных локусов с воспроизводимой амплификацией кажется небольшим, достаточная информация о генетическом разнообразии может быть получена. Такое же или даже меньшее количество локусов использовалось в нескольких других исследованиях (Jug et al. , 2005; Crispo and Chapman, 2008; Horne et al. , 2011; Elbrecht et al. , 2014). Микросателлиты, проанализированные в этом исследовании, подтвердили высокое сходство всех словацких образцов, хотя было зарегистрировано значительное снижение аллельного разнообразия для групп F1 и STOCK.Более того, большинство людей были четко отнесены к заранее определенным группам. Reinartz et al. (2011), основываясь на аналогичных результатах, предположил, что дунайская стерлядь составляет одну панмиктическую популяцию; однако Cvijanović et al. (2017) не поддержал это утверждение. Фактически, низкий уровень дифференциации между участками отбора проб в сочетании с низким уровнем местного разнообразия может отражать то, что когда-то было хорошо диверсифицированной панмиктической популяцией, но в настоящее время представлено ее остатками, находящимися под влиянием зарыбленных особей, которые происходили из дикой популяции, но имели очень ограниченное генетическое разнообразие.Dudu et al. (2011) наблюдал более низкую гетерозиготность, чем ожидалось, что могло быть признаком утраты генетического разнообразия. Кроме того, они обнаружили более низкие уровни полиморфизма в микросателлитных локусах LS19 и LS54, тех же локусах, которые были наименее полиморфными или даже мономорфными в нашем исследовании. Эти результаты, вместе с различиями между дикими особями и особями выводка, выявленными в ходе этого исследования, могут продемонстрировать небольшую, но продолжающуюся утрату генетического разнообразия в популяции стерляди в реке Дунай.Cvijanović et al. (2017) и Reinartz et al. (2011) обнаружил более высокую гетерозиготность, чем ожидалось. Это наблюдалось и в наших данных, и это можно объяснить смешением ранее изолированных популяций; в случае осетровых это может быть свидетельством пополнения запасов особями, происходящими из разных мест. Несмотря на то, что для подтверждения предполагаемых негативных тенденций необходим более тщательный анализ популяции дунайской стерляди, результаты, полученные в этом исследовании, могут оказаться ценными для более целенаправленных действий по сохранению на раннем этапе.

Маточное стадо (F1) и родители зарыбленных особей (STOCK), использовавшиеся в Словакии, имели одно и то же среднедунайское происхождение. Позже они были разделены на две группы, принадлежащие двум разным владельцам. Родители зарыбленных особей пополнились потомством, что, вероятно, способствовало потере полиморфных аллелей и снижению генетической изменчивости. Приблизительно 10 лет управления пополнением поголовья в Словакии, что было коротким периодом значительного разделения групп, было выполнено, но этого, вероятно, было достаточно для очевидной потери аллелей внутри F1 и ювенильных групп.

Осетровые оказались под большой угрозой исчезновения по сравнению с прошлым. К сожалению, продолжающееся изменение среды обитания, потеря связи, загрязнение, незаконный рыбный промысел и браконьерство угрожают этим видам. В настоящее время все 27 признанных видов осетровых включены в СИТЕС. Похожая ситуация и с дунайской стерлядью. Генетические данные, полученные в ходе недавних исследований (, например, Cvijanović et al. , 2015; Fopp-Bayat et al. , 2015; Chassaing et al., 2016) ясно показывают, что необходимы хорошо организованные и срочные действия, если мы хотим предотвратить их исчезновение. Среди других действий, включая восстановление ключевых местообитаний и открытие закрытых маршрутов миграции, необходима хорошо управляемая программа зарыбления. Если возможно, у зарыбленных стерлядей должны быть дикие родители, состоящие из максимально возможного числа особей, и выпущенные нерестовые особи должны быть помечены для предотвращения их повторного использования для нереста. Стабилизация популяции стерляди в реке Дунай за счет более интенсивного зарыбления рыб, адаптированных к местным условиям и дикого происхождения, имеет решающее значение в ближайшие годы.Без надлежащих действий весьма вероятно, что дунайская стерлядь столкнется с пониженной адаптивностью, устойчивостью популяции и продуктивностью и, как следствие, дальнейшим сокращением популяции в будущем.

Благодарности

Благодарим Яну Божаневу за помощь с лабораторными работами. Мы также хотели бы поблагодарить Ланса Арендта за исправления рукописи на английском языке. Эта работа была поддержана Словацким агентством исследований и разработок по контракту № APVV-0820-12 и проектом ITMS 26240220049, финансируемым ERDF.

Список литературы

  • Амос В., Балмфорд А. 2001. Когда важна природоохранная генетика? Наследственность 87: 257–265. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Бирштейн В.Дж., ДеСалле Р.1998. Молекулярная филогения Acipenserinae. Mol Phylogenet Evol 9: 141–155. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Бриолай Дж., Галтье Н., Брито Р.М., Буве Й.1998. Молекулярная филогения карповых на основе последовательностей бДНК цитохрома. Мол Филогенет Эвол 9: 100–108. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Chassaing O, Desse-Berset N, Hänni C, Hughes S, Berrebi P.2016. Филогеография европейского осетра (Acipenser sturio): вид, находящийся под угрозой исчезновения. Mol Phylogenet Evol 94: 346–357. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Криспо Э., Чепмен Л.Дж.2008. Генетическая структура популяции в зависимости от режимов растворенного кислорода у африканских цихлид. Мол Экол 17: 2134–2148. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Цвиянович Г., Аднажевич Т., Ленхардт М., Марич С.2015. Новые данные о генетическом разнообразии стерляди (Acipenser ruthenus L.) в Среднем и Нижнем Дунае на основе анализа митохондриальной ДНК. Генетика 47: 1051–1062. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Цвиянович Г., Аднажевич Т., Ярич И., Ленхардт М., Марич, С.2017. Генетический анализ популяций стерляди (Acipenser ruthenus L.) в Среднем и Нижнем Дунае. Северо-Запад Дж Зоол 13: 34–43. [Google Scholar]
  • Doukakis P, Birstein VJ, Ruban GI, DeSalle R. 1999. Молекулярно-генетический анализ подвидов двух евразийских видов осетровых, Acipenser baerii и A.stellatus. Мол Экол 8: S117 – S127. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Dudu A, Suciu R, Paraschiv M, Georgescu SE, Costache M, Berrebi P.2011. Ядерные маркеры гибридизации дунайских осетровых. Int J Mol Sci 12: 6796–6809. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Дуду А., Георгеску С.Е., Бурча А., Флореску И., Костач М.2013. Вариация микросателлитов стерляди, Acipenser ruthenus из Нижнего Дуная. Anim Sci Biotechnol 46: 90–94. [Google Scholar]
  • Граф Д.А., фон Хольдт, Б.М. 2012. STRUCTURE HARVESTER: веб-сайт и программа для визуализации результатов STRUCTURE и реализации метода Эванно.Conserv Genet Resour 4: 359–361. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Эльбрехт В., Фельд К., Гис М., Геринг Д., Зондерманн М., Толлриан Р., Лиз Ф.2014. Генетическое разнообразие и потенциал распространения веснянок Dinocras cephalotes в низкогорном хребте Центральной Европы. Freshw Sci 33: 181–192. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Эванно Г., Регнаут С., Годе Дж.2005. Определение количества групп людей с помощью программного обеспечения СТРУКТУРА: имитационное исследование. Мол Экол 14: 2611–2620. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Excoffier L, Laval G, Schneider S.2005. Arlequin (версия 3.0): интегрированный пакет программного обеспечения для анализа данных популяционной генетики. Эвол Биоинформ 1: 47–50. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Фопп-Баят Д., Кузняр П., Колман Р., Лишевский Т., Кучински М.2015. Генетический анализ шести популяций стерляди (Acipenser ruthenus): рекомендации по плану реституции в реке Днестр. Иран J Fish Sci 14: 634–645. [Google Scholar]
  • Форлани А., Фонтана Ф, Конгиу Л. 2008. Изоляция микросателлитных локусов у эндемичных и находящихся под угрозой исчезновения адриатического осетра (Acipenser naccarii).Conserv Genet 9: 461–463. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Фридрих Т.2018. Дунайские осетровые: прошлое и будущее. В: Schmutz S, Sendzimir J, eds. Управление речными экосистемами: наука для обеспечения устойчивого будущего, Vol. 8. Берлин: Springer, стр. 507–518. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Гути Дж., Гэбеле Т.2009. Многолетние изменения популяции стерляди (Acipenser ruthenus) в венгерском секторе Дуная. Opusc Zool Budapest 40: 17–25. [Google Scholar]
  • Хендерсон-Арзапало А, король Т.Л. 2002. Новые микросателлитные маркеры для определения популяции атлантического осетра (Acipenser oxyrinchus) и управления маточным стадом.Мол Экол Ресур 2: 437–439. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Гольчик Я.1989. Пресноводные рыбы Европы, Vol. 1 (Часть II): общие сведения о рыбах, Acipenseriformes. Висбаден: AULA-Verlag. [Google Scholar]
  • Holčik J, Klindová A, Masár J, Mészáros J. 2006. Осетровые в словацких реках бассейна Дуная: обзор их текущего состояния и предложения по их сохранению и восстановлению.J Appl Ichthyol 22: 17–22. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Хорн Дж. Б., Момильяно П., Велч диджей, Ньюман С. Дж., Ван Херверден Л.2011. Ограниченная экологическая взаимосвязанность популяций предполагает низкие требования к самовосстановлению у прибрежных тропических морских рыб (Eleutheronema tetradactylum: Polynemidae). Мол Экол 20: 2291–2306. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Hubisz MJ, Falush D, Stephens M, Pritchard JK.2009. Выявление слабой структуры населения с помощью информации о группах выборки. Мол Экол Ресур 9: 1322–1332. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Иванова Н.В., Землак Т.С., Ханнер Р.Х., Хеберт П.Д.2007. Универсальные коктейли праймеров для штрих-кодирования ДНК рыб. Мол Экол Ресур 7: 544–548. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Джомбарт Т., Ахмед И.2011. adegenet 1.3-1: новые инструменты для анализа полногеномных данных SNP. Биоинформатика 27: 3070–3071. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Кувшин Т., Берреби П., Сной А.2005. Распространение неместной форели в Словении и их интрогрессия с местными популяциями форели по данным микросателлитного анализа ДНК. Биол Консерв 123: 381–388. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Король Т.Л., Любинский Б.А., Спидл А.П.2001. Вариация микросателлитной ДНК атлантического осетра (Acipenser oxyrinchus oxyrinchus) и межвидовая амплификация у Acipenseridae. Conserv Genet 2: 103–119. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Кубала М., Фарски М., Пекарик Л.2017. Эффективность вылова стерляди (Acipenser ruthenus, Linneaus 1758) на словацко-венгерском участке Дуная. Sci Eruditio 1: 25–31 (на словацком языке с резюме на английском языке). [CrossRef] [Google Scholar]
  • Леберг П.Л., Фирмин Б.Д.2008. Роль инбридинговой депрессии и чистки в программах разведения и восстановления в неволе. Мол Экол 17: 334–343. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Ли Дж. В., Брайант Д.2015. popart: полнофункциональная программа для построения сети гаплотипов. Методы Ecol Evol 6: 1110–1116. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Либрадо П., Розас Дж.2009. DnaSP v5: программа для комплексного анализа данных полиморфизма ДНК. Биоинформатика 25, 1451–1452. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Людвиг А., Бельфиоре Н.М., Питра С., Свирский В., Йеннеккенс И.2001. События удвоения генома и функциональное снижение уровней плоидности у осетровых (Acipenser, Huso и Scaphirhynchus). Генетика 158: 1203–1215. [PubMed] [Google Scholar]
  • Линч М., Конери Дж. С..2003. Истоки сложности генома. Наука 302: 1401–1404. [CrossRef] [Google Scholar]
  • May B, Krueger CC, Kincaid HL.1997. Генетическая изменчивость микросателлитных локусов у осетровых: гомология праймерной последовательности у Acipenser и Scaphirhynchus. Может ли J Fish Aquat Sci 54: 1542–1547. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Муг Н, Барминцева А, Щепетов Д, Шалгимбаева Г, Исбеков К.2016. Полные митохондриальные геномы находящегося под угрозой исчезновения корабельного осетра Acipenser nudiventris из двух морей. Митохондриальная ДНК B 1: 195–197. [CrossRef] [Google Scholar]
  • О’Брайен SJ.1994. Роль молекулярной генетики в биологическом сохранении. Proc Natl Acad Sci USA 91: 5748–5755. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Паулс С.П., Новак К., Балинт М., Пфеннингер М.2013. Влияние глобального изменения климата на генетическое разнообразие популяций и видов. Мол Экол 22: 925–946. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Peakall ROD, Smouse PE.2006. GENALEX 6: генетический анализ в Excel: популяционно-генетическое программное обеспечение для обучения и исследований. Мол Экол Ресур 6: 288–295. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Причард Дж., Стивенс М., Доннелли П.2000. Вывод структуры популяции с использованием данных мультилокусного генотипа. Генетика 155: 945–959. [Google Scholar]
  • R Core Team. 2017. R: язык и среда для статистических вычислений. R Foundation for Statistical Computing, Вена, Австрия (взято с https: // www.R-project.org/). [Google Scholar]
  • Рейнарц Р. 2002. Осетровые в реке Дунай: биология, состояние, охрана; изучение литературы. IAD. [Google Scholar]
  • Рейнарц Р., Липпольд С., Ликфельдт Д., Людвиг А.2011. Генетический анализ популяций Acipenser ruthenus как предпосылка для сохранения популяции в верховьях Дуная. J Appl Ichthyol 27: 477–483. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Тамура К., Стечер Дж., Петерсон Д., Филипски А., Кумар С.2013. MEGA6: молекулярно-эволюционный генетический анализ версии 6.0. Mol Biol Evol 30: 2725–2729. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Tringali MD, Bert TM.1998. Риск для генетически эффективного размера популяции должен быть важным соображением в программах увеличения рыбных запасов. Bull Marine Sci 62: 641–659. [Google Scholar]
  • Ван Остерхаут К., Хатчинсон В. Ф., Уиллс Д. П., Шипли П. 2004.MICRO-CHECKER: программа для выявления и исправления ошибок генотипирования в микросателлитных данных. Мол Экол Ресур 4: 535–538. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Верле Э., Шнайдер С., Реннер М., Фёлькер М., Файн В.1994. Удобная одностадийная очистка продуктов ПЦР в одной пробирке для прямого секвенирования. Nucleic Acids Res 22: 4354. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Чжан Х, Ву В, Ли Л., Ма Х, Чен Дж.2013. Генетическая изменчивость и родство семи видов осетровых и десяти межвидовых гибридов. Genet Sel Evol 45:21. [CrossRef] [Google Scholar]

Цитируйте эту статью как : Pekárik L, Čiamporová-Zaovičová Z, Arendt D, Čiampor Jr F.2019. Текущая программа зарыбления стерляди ( Acipenser ruthenus , L.) может негативно повлиять на ее генетическую изменчивость в Среднем Дунае. Зн. Manag. Акват. Экосист. , 420, 19

Дополнительный материал

Таблица S1. Список образцов Acipenser ruthenus из словацко-венгерского участка реки Дунай, проанализированных в этом исследовании (S — зарыбленные особи, F — особи поколения F1, W — дикие особи).

Таблица S2. Обнаружены гаплотипы Acipenser ruthenus .Цвета представляют разные группы образцов, соответствующие сетям гаплотипов: красный — дикие особи (W), желтый — особи поколения F1 (F), зеленый — особи из посевов (S), синий цвет — образцы из других стран, кроме Словакии.

(Доступ здесь)

Все таблицы

Таблица 1

Характеристики микросателлитных локусов для 3 групп стерляди ( Acipenser ruthenus ). N — количество особей; Na — количество обнаруженных аллелей; Ne — количество эффективных аллелей; I — информационный указатель Шеннона; Ho — наблюдаемая гетерозиготность; Он — ожидаемая гетерозиготность; Fis — индекс инбридинга; S — сток; W — дикий.

Все рисунки

рисунок 1

Деревья максимального правдоподобия на основе двух фрагментов мтДНК образцов Acipenser и Huso (новые последовательности, полученные в рамках этого исследования, а также образцы GenBank и BOLD A. ruthenus и других видов Acipenser и Huso ). Числа рядом с узлами представляют значения Bootstrap. A. ruthenus Клада представлена ​​обнаруженными гаплотипами, полный список образцов см. В дополнительной таблице S2.

По тексту
Рис. 2

Сети гаплотипов (MJN) на основе двух фрагментов мтДНК. Красный, желтый и зеленый цвета представляют образцы из Словакии, синий — образцы из других стран.

По тексту
Рис. 3

Результаты байесовского кластерного анализа для образцов Acipenser ruthenus из Словакии.Каждая полоса представляет собой отдельную особь, цвета — генетические кластеры; Группы стерляди: 1 — подвой, 2 — дикая, 3 — F1.

По тексту
Рис. 4

Дискриминантный анализ основных компонентов микросателлитных данных трех исследованных групп A. ruthenus .

По тексту

Кампания WWF по запрету вылова стерляди стала лучшей некоммерческой кампанией 2018 года

Опубликовано 22 марта 2019

Мы очень рады сообщить, что Кампания WWF по запрету вылова стерляди в Сербии вошла в тройку победителей в номинации «Лучшие некоммерческие кампании 2018 года!»

«Лоббирование законодательных изменений для достижения успеха в защите дикой природы невозможно без поддержки людей.И чтобы получить их поддержку, нам необходимо вести с ними открытые беседы, обучать их и вместе находить решения современных проблем, действуя как ответственное сообщество ». — сообщила Милена Драгович, специалист по связям с общественностью WWF-Адрия.

Мы очень рады сообщить, что кампания по запрету рыбной ловли стерляди в Сербии была выбрана среди трех победителей в номинации « лучших некоммерческих кампаний в 2018 году !» Премия вручается агентством Brodoto некоммерческим организациям, проводящим самые инновационные, заметные и эффективные кампании в Сербии и Хорватии.Кампания была разработана и проведена в сотрудничестве с United Anglers of Serbia, рыболовными сообществами и правоохранительными органами.

В рамках инициативы «Живые реки Европы» WWF-Adria (состоящий из офисов WWF в Албании, Боснии и Герцеговине, Хорватии, Косово *, Македонии, Черногории, Сербии и Словении) в прошлом году начал политическую и пропагандистскую работу, за которой последовала кампания в СМИ. с просьбой к Министерству охраны окружающей среды ввести запрет на вылов стерляди ( Acipenser ruthenus ) в Сербии.

Стерлядь — относительно небольшой вид осетровых из Евразии, произрастающий в крупных реках, впадающих в Черное, Азовское и Каспийское моря, а также в реки Сибири. Популяции мигрируют между пресной и соленой водой. Из-за чрезмерного вылова рыбы (из-за ее мяса, икры и зеленого стекла), загрязнения и плотин стерлядь сократилась на всем своем естественном ареале и считается уязвимой МСОП.

После успешной шестимесячной кампании был принят запрет на вылов стерляди, который вступил в силу 1 января 2019 года.

Награда была вручена на 2 ежегодной «Impact Conference 2019» в Белграде; мероприятие, посвященное усилению и ускорению воздействия инвестирования в Европе. Конференция такого типа уникальна и впервые проводится в Юго-Восточной Европе. Brodoto — это агентство социального воздействия, специализирующееся на рекламных кампаниях, дизайне и средствах массовой информации, а также на сотрудничестве с некоммерческими и социально ответственными компаниями и организациями. Кампания финансировалась при поддержке WWF Нидерландов и проекта EU LIFE for Danube Sturgeons.

Более подробную информацию о кампании по запрету ловли стерляди можно найти здесь.

* Это имя не влияет на отношение к статусу и соответствует Резолюции 1244 Совета Безопасности ООН и заключению Международного Суда по Декларации независимости Косово.

Стерилизация стерляди Acipenser ruthenus с использованием нокдауна, антисмыслового морфолиноолигонуклеотида, против тупикового гена

Abstract

Осетровые (хондростин, acipenseridae) — древние виды рыб, широко известные своей икрой.В настоящее время большинство из них находятся под угрозой исчезновения. Стерлядь ( Acipenser ruthenus ) — распространенный евразийский вид осетровых с небольшим размером тела и самым быстрым репродуктивным циклом среди осетровых. Такие виды могут использоваться в качестве хозяев для суррогатного производства; Применение имеет значение для восстановления находящихся под угрозой исчезновения и крупных видов осетровых с чрезвычайно длинным репродуктивным циклом. Одним из предварительных условий производства только донорских гамет является наличие стерильного хозяина. Обычно используемые методы стерилизации рыб, такие как триплоидизация или гибридизация, не гарантируют стерильности осетровых рыб.Альтернативно, стерилизация может быть достигнута путем использования гена, специфичного для временного исключения зародышевых клеток, с помощью нокдауна, антисмыслового морфолиноолигонуклеотида (МО). Целевым геном для МО является тупиковый ген ( dnd ), который является специфичным для позвоночных геном, кодирующим РНК-связывающий белок, который имеет решающее значение для миграции и выживания первичных зародышевых клеток (PGC). Для этого использовали гомолог dnd русского осетра ( Agdnd ), что дало такую ​​же последовательность в области стартового кодона с изолированными фрагментами стерляди dnd ( Ardnd ).Полимеразная цепная реакция с обратной транскрипцией подтвердила тканеспецифическую экспрессию Ardnd только в гонадах обоих полов. Dnd -МО для истощения PGCs вместе с флуоресцеинизотиоцианатом (FITC) –биотин – декстраном для мечения PGCs вводили в вегетативную область одно- или четырехклеточных эмбрионов стерляди. В контрольных группах вводили только FITC для проверки метода инъекции и маркировки PGC. После оптимизации концентрации МО вместе с объемной инъекцией, 250 мкМ МО применяли для стерилизации эмбрионов осетровых рыб.Первичные зародышевые клетки были обнаружены под флуоресцентным стереомикроскопом только в генитальном гребне FITC-меченой контрольной группы, тогда как PGCs не присутствовали в полостях тела морфантов через 21 день после оплодотворения. Более того, полости тела обработанных и необработанных рыб были исследованы с помощью гистологии и гибридизации in situ , показав гонады, которые не имели половых клеток у морфантов на различных стадиях (60, 150 и 210 дней после оплодотворения). Взятые вместе, эти результаты сообщают о первом известном и функциональном методе стерилизации осетровых рыб.

Ключевые слова

Антисмысловой морфолиноолигонуклеотид

Тупик , ген

Химера зародышевой линии

Первичная зародышевая клетка

Стерилизация

Осетр

Опубликовано Elsevier Inc.

Рекомендуемые статьи

Ссылки на статьи

(PDF) Экология кормления стерляди Acipenser ruthenus L. в венгерском участке реки Дунай

(Billard and Lecointre 2001).Точно так же вылупившаяся молодь атлантического осетра Acipenser

oxyrinchus Mitchill, выращиваемая в реке Дрвека

, в основном имеет пустой желудок (Bogacka-Kapusta et al.

2011). Лица с пустым желудком среди стерляди отмечаются

нечасто. Надь (1987) исследовал

кормовой состав 41 особи, пойманной

с марта по декабрь, в основном летом, и

отметили пустой желудок у 12% рыб.Доля стерляди

на пустой желудок была в десять раз ниже в

настоящем исследовании.

Популяции осетровых на реке Дунай находятся под угрозой —

обусловлены долгосрочным одновременным воздействием многих

факторов, но наиболее значительными являются строительство на реке

, чрезмерный вылов рыбы, деградация среды обитания и загрязнение воды

(Lenhardt и др., 2006). На территориях бывшего ареала обитания стерляди очень мало

популяций.Эффективность зарыбления реки Дунай

стерляди в Венгрии низкая (Guti and Gaebele

2009), поэтому определение состава корма является важным элементом биологии и экологии этого вида. что может быть полезно, когда

принимает меры по его защите.

Ссылки

Амундсен П.А., Габлер Х.М., Стальдвик Ф.Д. 1996 — Новый подход

к графическому анализу стратегии кормления на основе данных о содержимом желудка

— модификация метода Костелло

(1990) — Дж.Fish Biol. 48: 607-614.

Биллард Р., Лекуантр Г. 2001 — Биология и сохранение

осетровых рыб и веслоноса — Rev. Fish Biol. Рыбы. 10:

355-392.

Bloesch J., Jones T., Reinartz R., Striebel B. 2006 — Действие

План по сохранению осетровых (Acipenseridae) в

бассейне реки Дунай — Природа и окружающая среда 144:

1-121.

Bogacka-Kapusta E., Duda A., Wiszniewski G., Kapusta A.

2011 — Кормление выращиваемой в инкубаториях молоди атлантического ося-

геона, Acipenser oxyrinchus Mitchill, выпущенного в реку

— Arch.Pol. Рыбы. 19: 113-117.

Ермолин В.П. 1977 — Выкормка леща, стерляди, белой

леща и плотвы в Саратовском водохранилище — Тр. Саратов. Отд.

ГосНИОРХ 15: 75-78.

Fieszl J. 1993 — Кормление стерляди (Acipenser ruthenus L.) на

отдельных участках Дуная — диплом магистра, AR-T,

Ольштын (на польском языке).

Грезе В.Н. 1957 г. — Пищевые ресурсы рыбы в р. Енисей

и их использование Известия — ВНИОГР 41: 1-264 (на русском языке

).

Гути Г. 2008 — Прошлое и настоящее состояние осетровых в Хунне —

гары и проблемы, связанные с их сохранением —

Фундамент. Прил. Limnol., Arch. Hydrobiol. 162, Большой

Риверс 18: 61-79.

Гути Г., Гэбеле Т. 2009 — Многолетние изменения популяции стерляди

(Acipenser ruthenus) на венгерском участке

Дуная — Opusc. Zool. Будапешт 40: 17-25.

Hensel K., Holèík J. 1997 — Прошлое и текущее состояние stur-

геонов в верхнем и среднем течении реки Дунай — Environ.

Биол. Рыбы. 48: 185-200.

Holèík J. 1989 — Пресноводные рыбы Европы. 1 / II. Gen-

Общее введение в рыб. Acipenseridae —

AULA-Verlag. Висбаден, 467 стр.

Holèík J., Klindová A., Masár J., Mészáros J. 2006 — Stur-

геонов в словацких реках бассейна Дуная:

обзор их текущего состояния и предложения по их сохранению и сохранению

реставрация — J. Appl. Ихтиол. 22

(доп.1): 17-22.

Hyslop E.J. 1980 — Анализ содержимого желудка — обзор

методов и их применения — J. Fish Biol. 17:

411-429.

Калмыков В.А., Рубан Г.И., Павлов Д.С. 2010 — Миграции

и ресурсы стерляди Acipenser ruthenus (Acipen-

seridae) из низовьев Волги — J.

Ихтиол. 50: 44-51.

Казанчев Е.Н. 1981 — Рыбы Каспийского моря и его водосборный бассейн

— Издательство пищевой промышленности, Мос-

корова.

Коттелат М., Фрейхоф Дж. 2007 — Справочник европейских пресноводных рыб

— Коттелат, Корнол, Швейцария и Фрейхоф,

Берлин, Германия, 646 стр.

Ленхардт М., Ярич И., Калаузи А., Цвиянович Г. 2006 — Оценка риска исчезновения

и причины снижения численности

геонов — Biodivers. Консерв. 15: 1967–1976.

Надь Š. 1987 — Корм ​​из стерляди (Acipenser ruthenus) на

чехословацко-венгерском участке Дуная — Folia

Zool.36: 281-287.

Peters R.H. 1983 — Экологические последствия размера тела —

Cambridge Univ. Нажмите.

Пикитч Э.К., Дукакис П., Лаук Л., Чакрабарти П., Эриксон

Д.Л. 2005 — Состояние, тенденции и управление промыслом осетровых

и веслоноса — Рыба Рыба. 6: 233-265.

Prejs A., Colomine G. 1981 — Metodos para el Estudio de los

Alimentos y las Relaciones Tróficas de los Peces, 129 p.

Русев Б. 1963 — Кормление стерляди (Acipenser ruthenus L.) в

болгарском участке реки Дунай — Mitteilungen der

Versuchsstation für Süsswasserfischzucht — Plovdiv 2:

49-72 (на болгарском языке).

Добавить комментарий

Ваш адрес email не будет опубликован. Обязательные поля помечены *